蛋白-金 复合体的制备
一般认为胶体金粒子表面为一层AuCl2,因此,粒子表面带有负电荷,这种负电荷粒子之间相互排斥,形成稳定悬浮的胶体金溶液。
1、抗血清的前处理 一般抗血清中IgG的含量为10-25%,而绝大部分为其它蛋白。用抗血清直接制备探针其标记活性与特异性均不理想。因此需去除其中多数杂蛋白。但处理环节不宜太繁,在实验室设备与经验缺乏的情况下更是如此,否则会导致IgG活性的大幅降低。如果你的实验室在蛋白纯化方面有很强的技术支持,高度纯化后效果会更好。 大量工作表明,只用硫酸铵沉淀就可以得到足够纯度及高活性的IgG蛋白。其基本步骤如下: (1) 取抗血清0.2 ml; (2) 加生理盐水(0.85% NaCl)0.3 ml,混匀; (3) 逐滴加入饱和 (NH4)2SO4 0.5 ml,充分振荡混匀,4℃静置1 h; (4) 10000 rpm/min离心20 min,弃上清; (5) 加0.5 ml生理盐水重悬浮,混匀; (7) 10000 rpm/min离心20 min,弃上清; (8) 重复5~8步骤一次; (9) 加生理盐水0.5 ml重悬浮,混匀; (10) 生理盐水中透析12~24 h; (11) 在0.2 M pH 9.0硼酸缓冲液透析12~24 h; (12) 分装,即将使用时4℃保存,备用-20℃保存。 为最大限度保持抗体活性,整个过程应在4℃下进行。对于冻干抗血清或长时间保存的血清,将生理盐水透析改为3 M KCNS透析,促使聚合的多聚体解聚。如果抗血清效价较低时,不宜制备胶体金探针。 2、亲和纯化抗体的处理 亲和纯化抗体多是一些商品化的通用抗体,即二抗。一般为羊抗兔、羊抗鼠或羊抗人的抗体。这些抗体一般有两个问题,一是IgG分子往往聚集为多聚体分子,二是往往含有较多的盐分。因此前处理的目的在于脱盐和解聚。 其基本步骤如下: (1) 将亲和纯化抗体用生理盐水稀释为0.5-1 mg/ml浓度 (2) 在3 M KCNS(硫氰酸钾)溶液中透析12 h (3) 在2 mMol pH 9.0的硼酸缓冲液中透析12 h(更换透析液数次) (4) 分装备用 其它蛋白可参考此方法进行。但注意后一种透析液的pH值应与交联时pH值一致。在实际运用中,一般省略去3M KCNS透析这一步,特别是当蛋白分子量较小,且为非糖蛋白时。我们建议在制备通用探针(如二抗IgG,Protein A,Protein G,Streptavidin)等时,严格使用该方法,而制备直接标记探针时,也可以忽略处理步骤。 3、IgG Fab片段的制备 一般来说体积较小的探针具有相对较高的标记活性。主要原因在于胶体金颗粒较小时有利于在标记溶液中的扩散运动;在胶体金直径一定时,蛋白分子量越小,金表面吸附的蛋白分子越多,活性位点也越密集,也容易与靶位点结合。 IgG分子量为150 kD左右,由4个亚基组成,即两条重链(H)和两条轻链(L)。用水解酶(木瓜蛋白酶)水解后可得到两种片段,即Fab和Fc。其中Fab是具有抗原识别活性的部分,回收后制备探针。Fc能够与Protein A和Protein G特异性结合。但这种分离只能在有条件的实验室进行。 其基本过程如下: (1) 用PBS(pH 7.0,含10 mM EDTA,20 mM盐酸半胱氨酸)溶解纯化的IgG (2) 加固化木瓜蛋白酶 (3) 37℃处理5h (4) 离心,去除固化木瓜蛋白酶(沉淀) (5) 过Protein G柱 (6) 纯化的Fab片段按前面方法做进一步处理 注:Fab与胶体金结合的pH值为6.5 4、蛋白与胶体金结合最佳pH测定 (例纤维素酶,pI未知) (1) 取若干个1.5ml试管,分别加入1 ml 10 nm胶体金; (2) 用25 mM K2CO3将pH分别调为3,4,5,6,7,8,9,10; (3) 取一96孔培养板,按pH从低到高分别将上述胶体金分别取100 ul加入孔中,重复三次; (4) 每孔分别加入3 ul浓度为1 mg/ml的纤维素酶,混合,室温下放置10-15 min; (5) 每孔分别加入20 ul浓度为10% NaCl溶液,混合,室温下放置10 min; (6) 观察胶体金颜色变化,记录保持红色的最低pH(X); (7) 重复(1)-(5)步,pH梯度为X-0.6;X-0.3;X;X+0.3;X+0.6;X+1。 (8) 观察胶体金颜色变化直到室温下放置2小时,记录仍保持红色的最低pH。 注意: 1.如胶体金粒子直径较小(3~6nm),加NaCl需放置较长时间(几个甚至十几个小时)后才能观察到颜色变化。必要时可放大反应体积(1 ml胶体金),并借助离心来判断。 2.有些蛋白最佳pH范围较窄,设置的梯度不能太大。 (1) 用0.22 um微孔滤膜过滤或高速离心去除蛋白中残物或多聚体; (2) 取一96孔滴定板,每个重复为若干个孔,分别加入最佳pH的胶体金100 ul,重复3次; (3) 各孔依次加入不同量的蛋白(一般浓度为0.05-0.1 mg/ml)1~20 ul,混匀,室温下放置15min; (4) 加入20 ul 10% NaCl,室温下放置10min; (5) 颜色仍保持红色的最小蛋白用量即最小蛋白浓度。 (6) 为确保结果准确性,可放大反应体积重复以上步骤。 注:在实际探针制备工作中,蛋白浓度往往为最小浓度的130%。 (1) 取两个1.5 ml试管,分别加入1.2 ml 10 nm胶体金; (2) 加入适量25 mM K2CO3把pH调整为9.0; (3) 分别加入10 ul浓度为1 mg/ml IgG,混匀,室温放置10min; (4) 分别加入12 ul 2% PEG20000,室温放置5 min; (5) 10000 rpm离心20 min,轻轻吸除上清; (6) 用BL溶液重悬浮松散的胶体金沉淀,并集中到新管中; (7) 分别加甘油,充分混匀; (8) -20℃保存备用。 注意: 1).不同直径胶体金所需要的蛋白量差别很大; 2).不同直径胶体金所需离心速度完全不同。以绝大部分探针形成松散沉淀为原则。离心力太大,会产生不可逆的探针凝聚;离心力太小,探针无法沉下。最好能够直接用胶体金在不同转速下离心以确定适当的离心力。 3).在冷离心机中可适当延长离心时间,同时适当减小离心力,探针活性较好。
金颗粒表面可以包被一层生物大分子(如蛋白)来稳定和保护这些粒子,以免受外来电解质的影响而相互凝聚在一起。胶体金粒子对蛋白的吸附作用取决于pH值,这是因为蛋白的净电荷取决于溶液的pH值,在pH=pI 时为中性。当pH=pI 时蛋白溶解度最小,水化程度最小,最容易吸附到疏水的金粒子表面。但在实际的胶体金探针制备中,一般胶体金调整为pH=PI+0.5,这样蛋白带正电,有利于结合更稳定。
胶体金探针所用蛋白必须要经过前处理,其目的在于(1)去除高浓度的盐分。高浓度的盐分往往干扰蛋白与胶体金的吸附结合,或导致胶体金粒子的凝聚,这一步往往采用低浓度缓冲液中进行。(2)使蛋白分子尽量分散为单体,冻干蛋白或高浓度蛋白溶液中蛋白分子往往凝聚为多聚体大分子,可同时与多个胶体金粒子结合,影响标记的灵敏度和定量分析。(3)使蛋白具有适当的分子量。蛋白分子量过小(30 kD),形成的蛋白复合体往往是不稳定,可短时间内失活。而分子量过大时,被认为影响探针的灵敏度,特别是已知蛋白的结构与活性中心的情况下,去除对活性无影响的结构部分是提高标记灵敏度,延长探针寿命(防止凝集)的有效办法。把分子量过小的蛋白与其它蛋白(如BSA,牛血清蛋白等)结合后,能制备出稳定性更佳的探针。
当蛋白前处理完成后,接着要确定胶体金与蛋白结合的最佳pH值。对于理化性质不确定的蛋白这一步尤为重要。过量的蛋白与不同pH值的胶体金结合后,只有某一特定pH值能够形成结合最稳定的探针。在高浓度电解质(如NaCl)作用下不会凝聚。不同蛋白的适宜pH范围的宽窄大不相同。一般选择最小适宜pH值为最佳pH值。但有些探针的实际情况并不完全如此,最稳定探针并不完全代表活性最好。这要靠实验验证。
在确定最佳pH值后,最后要确定最小蛋白量,即能够形成稳定探针的蛋白的最小量。如果在制备探针时加入太多的蛋白,不仅造成浪费,而且更为严重的是容易造成探针凝聚,并严重影响标记活性。因为探针溶液中的游离蛋白容易抢先与标记位点结合,起到“封闭”(Blocking)作用,而胶体金探针标记不上。在标记位点稀少、被标记物含量较少的情况下要特别注意。
这里需要特别指出的是,使用不同直径的胶体金与同一蛋白结合时,除了蛋白量完全不同外,往往最佳pH也有一定变化。
因此,在探针制备每一环节应随时监测探针对分布情况、负染结合及活性。
(6) 逐滴加0.25 ml饱和 (NH4)2SO4,充分振荡混匀,4℃静置1 h;
5、最小蛋白浓度的确定
6、IgG-gold的制备